PRACTICA 7: Observación macroscópica en objetivo de 100x con aceite de palo (de inmersión)

C.B.T.I.S 155

Acosta Flores Iván Ulises
Águila cabrera oscar Uriel
Castillo Villarreal cesar Manuel
García segura Erik Guadalupe
Martínez miranda Roberto
Ponce Sánchez Erika
Yepiz Quezada Arturo Adrián




OPERAR EQUIPO Y MATERIALES DEL LABORATORIO



MESA: 6



PRACTICA 7: Observación macroscópica en objetivo de 100x con aceite de palo (de inmersión)





2L2M



Víctor Manuel Alfaro López

Objetivo



En esta practica se vera acerca de la observación macroscópica en 100x con aceite de inmersión para poder identificar si los microorganismos son Gram positivos o Gram negativos. Y aprender a operar equipos de laboratorio.




Materiales
- Laminilla de cristal teñida
- Aceite de inmersión
- Hoja de papel (cebolla)
- Microscopio (compuesto o fotonico)
- Torundas de algodón secas y alcoholizadas
- Pape secante


Desarrollo

Empezando por acomodar el microscopio, limpiar el lente y poner el porta objeto teñido y listo con una gota de inmersión en el portaobjetos y después ponerlo en la platina, después ya haciendo esto se empieza a enfocar el microscopio para poder ver los microorganismos ya sean cocos o bacilos y ya haciendo esto y enfocando correctamente el resultado fue cocos Gram positivos y Gram negativos juntos.



Conclusión

Bueno debemos aprender más acerca del enfoque para poder haci hacer trabajos más buenos y poder trabajar de una forma mejor y más organizada. Y también tener que leer más y seguir instrucciones para no cometer errores y que la práctica salga bien.

PRACTICA NUMERO 4 observacion macroscopica en cajas petri, despues de 72 horas

OPERAR EQUIPO Y MATERIALES DE LABORATORIO CLINICO.

CENTRO DE BACHILLERATO TECNOLOGICO INDUSTRIAL Y DE SERVICIOS NUMERO 155
INTEGRANTES/ MESA 6
Acosta Flores Ivan Ulises
Aguila Cabrera Oscar Uriel
Castillo Villarreal Cesar Manuel
García Segura Erik Guadalupe
Ponce Sánchez Erika
Martínez Miranda Roberto
Yepiz Quezada Arturo Adrian
PRACTICA NUMERO 4
OBSERVACION MACROSCOPICA DE COLONIAS QUE SE DESARROLLAN EN MEDIO DE CULTIVO
PROFESOR: Víctor Manuel Alfaro López
Grupo 2L2M 08-junio-2009


INTRODUCCION
Cuando se termino el proceso de siembra se pasó a dejar a la incubadora, ahora pasadas 24 horas veremos si hubo algún crecimiento de organismos en las cajas petri con medio de cultivo que sembramos.



Objetivo
El objetivo de esta práctica fue el de reconocer los tipos de colonias observándolas a simple vista, en algunas cajas se observo crecimiento en otras no fue igual no se observo nada.
Esta práctica tuvo como objetivo la identificación de colonias como antes ya había mencionado a simple vista identificar colores, olores, formas y medidas que estas tenían.


MATERIALES
Cajas petri con medio de cultivo
Vernier o pie de rey
Torundas de algodón secas y con alcohol
Registro de las cajas petri
Mecheros de bunsen
Mesa de laboratorio con campo de esterilización



DESARROLLO
Se observaron las cajas en varias de ellas se ve el crecimiento de algunos organismos.
En la caja 1- no se presento algún organismo
En la caja 2- al parecer no se observo nada
En la caja 3- se presento una colonia de microorganismos
En la caja 4- no se presento nada
En la caja 5- se presentaron 3 colonias del mismo color
En la caja 6- no se vio nada
En la caja repetida que era la 3 no se vio nada.

Observación agar verde brillante
Tipo de siembra inverso 27-05-09 8:00 AM
Paciente: Acosta Flores Iván Ulises
Se observo en la parte superior de la caja vapor, en la parte inferior el crecimiento de microorganismos es nulo, se esperara 72 horas para el crecimiento de microorganismos.





Agar salmonella y shigella 27-05-09 8:00 AM
Tipo de siembra- kass/chocolate
Tipo de muestra- plasma sanguíneo
Paciente: Erika Ponce Sánchez
Observación: se observo en la parte superior vapor, en la parte inferior el crecimiento de microorganismos es nulo se esperara 72 horas para crecimiento

Agar con Eosina y azul de metileno 27-05-09 8:00
Tipo de siembra- esparcimiento
Tipo de muestra- sedimento de orina
Paciente: Iván Ulises Acosta Flores
Observación: en la parte superior se observo vapor y en la parte inferior pequeñas colonias de color negro

Agar con Eosina y Azul de metileno 27-05-09 8:00 AM
Tipo de siembra- esparcimiento
Tipo de muestra- sedimento de orina
Paciente: Iván Ulises Acosta Flores
Observación: en la parte superior se observa vapor con pequeños puntos, en la parte inferior el crecimiento de microorganismos es nulo, se esperaran 72 horas para el crecimiento.

Agar D. Saboraud
Tipo de siembra- D. saboraud 27-05-09 8:00AM
Tipo de muestra- Raspado interdigital
Paciente: Águila Cabrera Oscar Uriel
Observación: en la parte superior se observo vapor en la parte inferior el crecimiento es nulo, se esperar 72 horas para su crecimiento.
Agar MacConkey 27-05-09 8:00AM
Tipo de siembra- MacConkey
Tipo de muestra- agua de horchata
Paciente- aguas de don pancho
Observación: en la parte superior el vapor es nulo, en la parte inferior se observo el crecimiento de microorganismos en forma de manchas de color morado en el centro y color crema en su alrededor

Agar nutritivo 27-05-09 8:00 Am
Tipo de siembra- estriado
Tipo de muestra- interdental
Paciente: Arturo Adrian Yepiz Quezada
Observación: se observo en la parte superior vapor en la parte inferior el crecimiento es nulo, se esperara 72 horas para el crecimiento.


Imágenes de la practica


CONCLUSION
La conclusión de esta práctica fue que no importa las veces que nos lavemos los dientes, nos bañemos o lo que comamos en todas partes existen microorganismos, hasta en el agua que bebemos hay microorganismos, debemos tener cuidado con todo lo que tengamos en nuestras manos, ya que algunos microorganismos son dañinos a la salud.

practica 2 desarrollada tecnica de esterilizacion

Operar equipo y materiales de laboratorio clínico.
CENTRO DE BACHILLERATO TECNOLOGICO INDUSTRIAL Y DE SERVICIOS NO. 155.
EQUIPO MESA 6/ INTEGRANTES:
Acosta Flores Iván Ulises
Águila Cabrera Óscar Uriel
Castillo Villarreal Cesar Manuel
García Segura Erik Guadalupe
Martínez Miranda Roberto
Ponce Sánchez Erika
Yepiz Quezada Arturo Adrian
OPERAR EQUIPO Y MATERILAES DE LABORATORIO CLINICO.
PROFE: Víctor Manuel Alfaro López
GRUPO: 2L2M
PRACTICA NUMERO 2: TECNICA DE ESTERILIZACION.
Tijuana B.C a 8 de junio de 2009.

INTRODUCCION:
La autoclave es una herramienta muy peligrosa si no se sabe utilizar adecuadamente, para eso es esta práctica para aprender a utilizarla.
Con esta práctica aprenderemos a utilizar la auto clave para así tener una mejor idea de ella y como utilizarla, para esto debemos seguir los pasos que nos da el instructor.





Objetivo
El objetivo principal de esta práctica es la esterilización del material de laboratorio como lo son los matraces con el medio de cultivo, para que el producto no salga contaminado y así la practica salga mal, siguiendo los pasos dados nos saldrá la practica y aun mejor si usamos el autoclave.





MATERIALES:
Matraces con medio de cultivo preparado.
Agua destilada
Autoclave
Guantes para calibrar la autoclave
Mesa de laboratorio
Cinta de esterilización



DESARROLLO
Ya terminado el medio de cultivo se paso a depositar el producto en la autoclave, junto con los demás medios de los compañeros de otros equipos.
Ya terminado ese proceso se vertió agua destilada a la autoclave hasta donde marcaba la olla para su respectivo uso.
Ya conectada la autoclave se paso a tapar la olla y así se empezó el proceso de esterilización, cuando esta llegaba a las 15 libras de presión se tenía que regular para que no pasara un accidente, para ello utilizábamos unos guantes para evitar quemaduras cuando liberábamos la válvula de presión ya que soltaba vapor a mucha presión, esto podría ocasionar accidentes por quemaduras de cierto grado.
Llegado el tiempo de esterilización que era de 20 minutos liberamos la válvula para despejar la olla y así sacar el medio de cultivo, la dejamos reposar por unos minutos para evitar quemarnos con los matraces.
Se desconecto la autoclave y pasamos a dejarla a su lugar de inicio.



CONCLUSION.La técnica de esterilización en esta práctica nos sirvió para mejorar el producto que en si fue el medio de cultivo, esto para que no saliera contaminado ya que antes de todo lo preparamos en un campo estéril pero aun así para que el medio saliera sin ningún tipo de contaminación debemos seguir siempre esta técnica con el debido cuidado

III unidad venopuncion

VENOPUNCION: técnica por la cual se perfora una vena por vía transcutánea con un estilete rígido de punta aguda o una cánula portadora de un catéter de plástico flexible unido a una jeringa o un catéter.

PROCEDIMIENTO
1. Trasladar todo el material junto al paciente e informar al mismo de lo que vamos a realizar;
2. Seleccionar el sitio de venopunción (En adultos las extremidades superiores, o si es necesario, subclavia o yugular, deberán ser preferidos a extremidades inferiores).
3. Si no se cuenta con ayuda extra de un colaborador, abrir los contenedores de gasa o algodón que se supone usarán, de modo que se puedan tomar sin contaminarlas, ni contaminar las manos del operador.
4. Tratar de que la técnica de venopunción se realice con dos operadores, uno de los cuales actuará como "operador limpio" (el que efectuará la venopunción propiamente dicha), y el otro como "operador sucio" (el que colabora en la entrega del material a utilizar).
5. Proceder al lavado de manos con solución jabonosa antiséptica.
6. Colocarse guantes.
7. Realizar la antisepsia de la piel con las torundas o gasas embebidas en el antiséptico elegido. Puede hacerse con movimientos circulares desde el centro a la periferia ("en espiral") o bien de arriba hacia abajo con distintas gasas, que se desechan después de cada pasada ("en banda") evitando pasar dos veces por el mismo sitio. Permitir que la solución antiséptica se seque.
8. Inserte la aguja con el bisel hacia arriba formando un ángulo de unos 30°.
9. Observe si aparece sangre en el cono de la aguja.
10. Aspire suavemente, hasta obtener la muestra de sangre requerida.
11. Retire la ligadura o cinta elástica.
12. Retire aguja y presione con la torunda de algodón hasta el cese de sangrado.
13. Deseche el material al contenedor de residuos Biológicos Infecciosos- Punzocortantes

III unidad agutinacion

AGLUTINACION

Agrupamiento en pequeños cúmulos de cuerpos formes (microbios, hematíes) portadores de un antígeno y en suspensión en un líquido originado cuando se introduce el anticuerpo correspondiente en el líquido. Se observa en los caldos de cultivo de ciertos microbios cuando se añaden algunas gotas de suero de un sujeto vacunado contra la enfermedad causada por este microbio o de un individuo afectado por dicha enfermedad. Los bacilos, inmóviles, forman acumulaciones que descienden al fondo del tubo. Los cultivos esterilizados presentan la misma propiedad (concepto relacionado: serodiagnóstico) y su manipulación carece de peligro. La aglutinación ha sido observada igualmente en los hematíes. Esta reacción de aglutinación permite identificar un antígeno (por ejemplo de un microbio, o de glóbulos rojos: grupo sanguíneo) o comprobar la presencia de un anticuerpo (serodiagnóstico) que se busca con el anticuerpo o el antígeno correspondiente.

III unidad investigacion: TINCION DE GRAM

TINCION DE GRAM

Protocolo

Recoger muestras
Hacer el extendido en espiral
Dejar secar a temperatura ambiente
Fijar la muestra con metanol durante un minuto o al calor (flameado 3 veces aprox.)
Agregar azul violeta (cristal violeta o violeta de genciana) y esperar 1 min. Este tinte (al final del procedimiento) dejará de color morado solo a las bacterias Gram positivas.
Enjuagar con agua.
Agregar lugol y esperar 30 segundos
Enjuagar con agua.
Agregar alcohol acetona y esperar 15 s
Enjuagar con agua.
Agregar safranina y esperar 1 min. Este tinte dejará de color rosado las bacterias Gram negativas.
Enjuagar con agua.
Para observar al microscopio óptico es conveniente hacerlo a 100x con aceite de inmersión
Explicación
El cristal violeta (colorante catiónico) penetra en todas las células bacterianas (tanto Gram positivas como Gram negativas).
El lugol está formado por I2 (yodo) en equilibrio con KI (yoduro de potasio), el cual está presente para solubilizar el yodo. El I2 entra en las células y forma un complejo insoluble en solución acuosa con el cristal violeta.
La mezcla de alcohol-acetona que se agrega, sirve para realizar la decoloración, ya que en la misma es soluble el complejo I2/cristal violeta. Los organismos Gram positivos no se decoloran, mientras que los Gram negativos sí lo hacen.
Para poner de manifiesto las células Gram negativas se utiliza una coloración de contraste. Habitualmente es un colorante de color rojo, como la safranina o la fucsina. Después de la coloración de contraste las células Gram negativas son rojas, mientras que las Gram positivas permanecen azules.
La safranina puede o no utilizarse, no es crucial para la técnica. Sirve para hacer una tinción de contraste que pone de manifiesto las bacterias Gram negativas. Al término del protocolo, las Gram positivas se verán azul-violáceas y las Gram negativas, se verán rosas (si no se hizo la tinción de contraste) o rojas (si se usó, por ejemplo, safranina)
Esta importante coloración diferencial fue descubierta por Hans Christian Gram en 1884. En este método de tinción, la extensión bacteriana se cubre con solución de uno de los colorantes de violeta de metilo, que se deja actuar durante un lapso determinado. Se escurre luego el exceso de violeta de metilo y se añade luego una solución de yodo, que se deja durante el mismo tiempo que la anterior; después se lava el portaobjetos con alcohol hasta que éste no arrastre más colorante. Sigue a tal tratamiento una coloración de contraste, como safranina, fucsina fenicada diluida, pardo Bismarck, pironin B o hasta inclusive verde de malaquita.
Algunos microorganismos retienen el colorante violeta, aún después de tratarlos con un decolorante, y el color no se modifica al añadir éste; otros pierden con facilidad el primer tinte, y toman el segundo.
Los que fijan el violeta, se califican de grampositivos, y los que pierden la primera coloración y retienen la segunda, de gramnegativos. Basándonos pues, en la reacción Gram, podemos clasificar a los microorganismos en uno de los dos grupos.
Los colorantes de p-rosanilina son los que mejores resultados dan en la coloración Gram. Los representantes más usados de este grupo son violeta de metilo y violeta cristal o de genciana. En realidad, violeta de metilo es el nombre atribuido al compuesto tetrametil-p-rosanilina.
El matiz de color de la p-rosanilina se intensifica al aumentar el número de grupos metilo en la molécula; por consiguiente, de los tres grupos, el tono más oscuro es la hexametil-p-rosanilina (violeta cristal), y el tinte más ligero, la tetrametil-p-rosanilina (violeta de metilo). Los nombres violeta de metilo 3R, 2R, R, B, 2B, 3B, etc., se refieren al número de grupos metilo contenido. La letra R indica matices rojos, y la letra B, tonos azules. El violeta de cristal contiene seis grupos metilo, y se considera como el mejor colorante primario para teñir por el método de Gram.
La facultad de las células para tomar la coloración Gram no es propia de toda sustancia viviente, sino que se limita casi en absoluto a hongos y bacterias. Así vemos que las células de plantas y animales superiores no conservan la primera coloración; los mohos se tiñen con cierta irregularidad; los gránulos de micelios propenden retener el colorante. La reacción de Gram no es infalible ni constante; puede variar con el tiempo del cultivo y el pH del medio, y quizá por otras causas.





Técnica de la coloración gram

Fijar un frotis
Con la ayuda de un mechero, flamear un asa bacteriológica y esperar que enfríe un poco.
Tomar el asa (previamente flameada) y con ésta tomar un poco de muestra.
Una vez obtenida una pequeña cantidad de la muestra (con el asa), hacer que ésta tenga contacto con una lámina portaobjetos, la cual servirá para depositar la muestra contenida en el asa.
Con el asa (conteniendo la muestra) sobre la lámina portaobjetos, proceder a realizar la extensión de la muestra en el portaobjetos mediante movimientos giratorios (dar vueltas con el asa) sobre la lámina, de tal forma que al terminar la extensión, tengamos como producto una espiral en la parte media de la lámina.
Esperar que seque al aire libre o ayudarse con la llama de un mechero para fijar la muestra, teniendo en cuenta que el calor no debe ser directo (sólo se pasa por la llama), puesto que el calor excesivo puede cambiar la morfología celular de las bacterias a observar. El calor deseable es aquél en el que el portaobjetos sea apenas demasiado caliente para ser colocado sobre el dorso de la mano.
Tinción
Con violeta cristal o violeta de genciana, utilizando una cantidad suficiente de dicho colorante sobre la muestra, como para lograr cubrirla por completo. Se deja actuar al colorante por 1 minuto. Esta tinción de 1 minuto está dada para trabajar a una temperatura ambiente de 25 ºC.
Enjuague
Al transcurrir el minuto, se debe enjuagar la lámina conteniendo la muestra con agua corriente. Para realizar el lavado, se debe tener en cuenta que el chorro de agua NO debe caer directamente sobre la muestra, ésta debe caer sobre la parte superior de la lámina que no contiene muestra. El chorro debe ser un chorro delgado, aproximadamente de medio a un centímetro de espesor. También el enjuague se debe realizar poniendo la lámina en posición inclinada hacia abajo...
Mordiente
Una vez enjuagado el portaobjetos, se aplica como mordiente yodo o lugol durante 1 minuto más.
El mordiente es cualquier sustancia que forme compuestos insolubles con colorantes y determine su fijación a las bacterias
Decoloración
Pasado el minuto de haber actuado el mordiente, el frotis se decolora con etanol al 75 %, etanol al 95 %, acetona o alcohol-acetona, hasta que ya no escurra más líquido azul. Para esto se utiliza el gotero del frasco del decolorante. Se van añadiendo cantidades suficientes del decolorante, hasta lograr que éste salga totalmente transparente, es decir, hasta que ya no escurra más líquido azul
Lavado y secado
Lavar con agua para quitar los residuos de decolorante y esperar que seque la lámina al aire libre o con la ayuda de la llama de un mechero de la forma anteriormente descrita.
Tinción de contraste
Una vez que la lámina ya secó, procedemos a teñir nuevamente, pero esta vez se va a utilizar un colorante de contraste como por ejemplo la safranina, dejar actuar durante 1 minuto.
Nuevo enjuague
Pasado el minuto correspondiente, se procede a enjuagar la lámina con agua, se escurre el agua sobrante y se seca en la forma anteriormente descrita.
De esta manera, ya tendremos listo el frotis para su respectiva observación microscópica.
Bacterias resistentes a la tinción Gram
La siguientes bacterias de naturaleza grampositiva, tiñen como gramnegativas:
Mycobacterias (están encapsuladas)
Mycoplasmas (no tienen pared)
Formas L (pérdida ocasional de la pared)
Protoplastos y esferoplastos (eliminación total y parcial de la pared, respectivamente)
Utilidades
En el análisis de muestras clínicas suele ser un estudio fundamental por cumplir varias funciones:
Identificación preliminar de la bacteria causal de la infección.
Utilidad como control calidad del aislamiento bacteriano. Los morfotipos bacterianos identificados en la tinción de Gram se deben de corresponder con aislamientos bacterianos realizados en los cultivos. Si se observan mayor número de formas bacterianas que las aisladas hay que reconsiderar los medios de cultivos empleados así como la atmósfera de incubación.
A partir de la tinción de Gram pueden distinguirse varios morfotipos distintos: Los cocos son de forma esférica. Pueden aparecer aislados después de la división celular (Micrococos), aparecer por pares (Diplococos), formar cadenas (Estreptococos), o agruparse de manera irregular (Estafilococos).
Los bacilos poseen forma alargada. En general suelen agruparse en forma de cadena (Estreptobacilos) o en empalizada.
También pueden distinguirse los espirales, que se clasifican en espirilos si son de forma rígida o espiroquetas si son blandas y onduladas. Si por el contrario, poseen forma de "coma", o curvados, entonces se los designa vibriones.
Fundamentos de diferenciación de Gram positivo y Gram negativo
Los fundamentos de la técnica se basan en las diferencias entre las paredes celulares de las bacterias Gram positivas y Gram negativas
La pared celular de las bacterias Gram positivas posee una gruesa capa de peptidoglucano, además de dos clases de ácidos teicoicos: Anclado en la cara interna de la pared celular y unido a la membrana plasmática, se encuentra el ácido lipoteicoico, y más en la superficie, el ácido teicoico que está anclado solamente en el peptidoglucano (también conocido como mureína)
Por el contrario, la capa de peptidoglucano de las Gram negativas es delgada, y se encuentra unida a una segunda membrana plasmática exterior (de composición distinta a la interna) por medio de lipoproteínas. Tiene una capa delgada de peptidoglicano unida a una membrana exterior por lipoproteínas. La membrana exterior está hecha de proteína, fosfolípido y lipopolisacárido.
Por lo tanto, ambos tipos de bacterias se tiñen diferencialmente debido a estas diferencias constitutivas de su pared. La clave es el peptidoglicano, ya que es el material que confiere su rigidez a la pared celular bacteriana, y las Gram positivas lo poseen en mucha mayor proporción que las Gram negativas.
La diferencia que se observa en la resistencia a la decoloración, se debe a que la membrana externa de las Gram negativas es soluble en solventes orgánicos, como por ejemplo la mezcla de alcohol/acetona. La capa de peptidoglucano que posee es demasiado delgada como para poder retener el complejo de cristal violeta/yodo que se formó previamente, y por lo tanto este complejo se escapa, perdiéndose la coloración azul-violácea. Pero por el contrario, las Gram positivas, al poseer una pared celular más resistente y con mayor proporción de peptidoglicanos, no son susceptibles a la acción del solvente orgánico, sino que este actúa deshidratando los poros cerrándolos, lo que impide que pueda escaparse el complejo cristal violeta/yodo, y manteniendo la coloración azul-violácea.
Causas que alteran la tinción de Gram
I: Edad de la bacteria.
II: Errores del operador.
III: Uso de antibióticos

III unidad investigacion: frotis

Frotis

Un frotis de sangre es un proceso científico que consiste en el extendido de una gota de sangre en la superficie de un portaobjetos o de un cubreobjetos, con el fin de analizarla posteriormente.
Es más adecuado emplear sangre que aun no ha estado en contacto con el anticoagulante, pues este podría alterar los resultados (algunos anticoagulantes tienden a deformar las células de la sangre).
Su realización es de vital importancia para obtener una orientación de:
La valoración de la estimulación eritropoyetica.
Las anomalías en la maduración nuclear y citoplásmica de las células hemáticas.
Los trastornos en la arquitectura de las células al formarse en la médula osea.
Las alteraciones singulares en la forma de las células, que son una identificación especifica de algunas enfermedades.
Algún indicador de los efectos nocivos de la quimioterapia y de la radioterapia.
La diferenciación y recuento de los elementos celulares de la sangre.
La fidelidad de la información obtenida de ellos, depende en gran parte de la calidad de las extensiones. Estas no deben ser demasiado gruesas porque las células se amontonarían y no podrían ser reconocidas, ni diferenciarse, ni demasiado delgadas porque las células se deformarían, distorsionarían y destruirían. Por eso los frotis de sangre deben ser bien nivelados y para obtener buenos resultados es necesario que:
Tanto portaobjetos como cubreobjetos deben estar bien limpios y desengrasados (prefentemente nuevos).
La gota de sangre usada para la preparación del frotis no debe ser muy grande ni pequeña, de preferencia del tamaño de la cabeza de un alfiler (entre 2 y 3 mm), obtenida por punción capilar.
La sangre no haya estado en contacto con anticoagulante, pues podría deformarse la morfología celular si pasase esto.
La lectura de las extensiones se hará en las zonas donde los eritrocitos "casi se tocan".
Extensión en el portaobjetos
Para llevar a cabo las extensiones en portaobjeto se coloca una gota de sangre de 3 a 4 mm de diámetro, a unos 2 o 3 cm de uno de los extremos del portaobjetos este se coloca en una superficie plana y lisa. Con el borde de otro portaobjeto, con el que se toca la gota de sangre, la cual se desliza por capilaridad a todo lo largo del canto de dicho portaobjeto y con un movimiento rápido y uniforme, en un ángulo de 45 grados se desliza el portaobjetos dejando una capa de sangre en la superficie del otro. El espesor del extendido debe ser delgado.