practica desarrollada numero 2: pesos y medidas

Centro de Bachillerato Tecnológico Industrial y de Servicios No. 155

Nombre: Acosta flores Iván Ulises
Águila cabrera Óscar Uriel
Castillo Villarreal cesar Manuel
Gracia segura Erik Guadalupe
Martínez Miranda Roberto
Ronce Sánchez ErikaYepiz Quezada Arturo Adrián.

Materia:
Operar Equipo y Material de Trabajo
Grupo:
2L2M
Profesor:
Víctor Manuel Alfaro López.
No. De Mesa:
6
Titulo:
Practica No. 2
Tijuana Baja California a 25 de Marzo del 2009.
Objetivo.
Aprender a utilizar las unidades de medida para la practicarían de la enseñanza ya aprendida, utilizando la destreza de forma individual en los pesos y medidas ya dados y emplearlos como herramientas.
Introducción
. En la antigüedad, las medidas estaban basadas en cosas familiares. La gente usaba para medir las partes del cuerpo: los codos, las manos, los pies y los pulgares. Esto les causaba problemas pues no hay dos personas iguales y las medidas resultaban distintas cada vez. Para el comercio, la ciencia y el diario vivir era necesario un sistema de medidas confiable y que fuera igual para todo el mundo.
Hoy en día la mayoría de los países emplean en Sistema Métrico para medir. En Estados Unidos, Gran Bretaña y Puerto Rico aún se usa el Sistema Inglés que emplea las libras, pulgadas, pies, yardas, millas, etc. Sin embargo, para realizar los trabajos de ciencia debes usar el Sistema Internacional de medidas (SI).
Índice.
1. Instrucciones
2. Desarrollo
3. Conclusiones de la practica
4. Fichas bibliográficas.


Aprender a utilizar materiales para medición.
Materiales:
1. Pipetas 5 y 10 ml.
2. Buretas.
3. Probetas 100.
4. Matraz Erlenmeyer 250 Ml.
5. Baso de precipitado 250 ml.
6. Probeta 100 ml.
7. Pipeta Volumétrica
8. Balanza gran ataría
9. Tubo e ensayo
10. Perilla de Hule
11. Pipeta Pasteur.
12. Gotero.
Lugar de trabajo: Laboratorio de análisis clínicos (químicos) equipo de bioseguridad (bata, guantes, gorro, cubre bocas, lápiz, hojas blancas, borrador y plumones o bicolores de madera.
Procedimiento:
1. Peso de materiales (masa): El alumno debe de solicitar una balanza gran ataría para realizar el peso de los materiales que se le facilitan registrando el peso de cada elemento de forma ordenada (alfa numérico) además de registrar la capacidad en volumen de cada elemento debe solicitar agua destilada para realizar sus trabajos utilizando el baso de precipitado de 250 ml. Con una capacidad de 200 ml.
2. El alumno debe utilizar su habilidad y destreza para poder llevar a cabo esta actividad de peso y medida donde puede tener margen de error en el manejo de la sustancia contra los pesos y medidas que deben utilizar.
3. Medición de líquidos con pipetas: En esta actividad debe solicitar 5 tubos de ensayo, una perilla de hule, tapón para tubos de ensayo, tela de maskintape.
4. Introducir en la punta de la pipeta en el baso de precipitado que contenga liquido.
5. Succione hasta que el liquido hacienda hacia arriba de la marca superior solicitada la cual será de 1 ml, 2 ml, 3 ml, 4 ml y 5 ml.
Para poder verificar las gotas correspondientes a 1 ml debe utilizar una pipeta Pasteur con embolo o globo de plástico manejando 1 ml de agua para realizar puntero en gotas debe solicitar un gotero.
6. Solicitar un vidrio de reloj para llevar a cabo el peso de 1 ml de agua destilada y compararla con 1 ml de agua corriente de la llave.
La succión del pipeteo la pueden realizar con la boca si es agua, si con líquidos corrosivos los deben de utilizar con perillas de hule y si es algunas pipetas como la de Salí o pipetas de toma se debe solicitar una manguera especial para estas pipetas.
Para saber si ya esta la cantidad exacta observe la posición del menisco que se forma.
7. Realice 5 determinaciones con pipetas de diferentes capacidades para comparar los resultados vacié el contenido de la pipeta en una probeta que tenga capacidad de recibir el liquido que contiene la pipeta
8. Lave la pipeta y enjuague con agua destilada, coloque la pipeta en una gradilla o bien en un baso de precipitado de 500 ml.
9. Antes de usar una pipeta se deben observar cuidadosamente y entender las marcas de equilibracion y capacidad.


1. Desarrollo.
Pesos y medidas 24-marzo-2009
Material Medida Peso
Matraz Erlenmeyer de…….… (250ml)……………….132 gramos

Cristalizador de………….. (Sin medida)…………..54.5 gramos

Probeta graduada de………... (1000ml)………………125gramos

Vaso de precipitado de…….... (500ml)……………….127 gramos

Vaso de precipitado de…….… (50ml)……………….. 117 gramos

Pipeta graduada de…………….. (5ml)…………………..23 gramos

Pipeta Pasteur de…………….. (Microlitos)………...3.8 gramos

Portaobjetos de………….... (Sin medida)…………….5.7 gramos

Cubreobjetos de…………... (Sin medida)…………….1.2 gramos

Bulbo de…………………….… (Sin medida)……………2.7 gramos

Pipeta graduada……………….(4ml)……………………23.3 gramos
Estas son las medidas que fueron tomadas en el laboratorio, de acuerdo al material que séle tomo el peso y séle verifico la medida.



2. Conclusiones de la práctica.
En esta practica aprenderemos de forma individual el uso de la balanza gran ataría para utilizar los pesos de cada utensilio que empleamos en la medición de los reactivos, también como ir aplicando los conocimientos previos que tenemos respecto al uso y cuidado de los materiales de laboratorios clínicos, la exactitud de cada utensilio demuestra el valor en los resultados obtenidos de los pesos y medidas.


3. Fichas bibliográficas.
http://www.elvec.com.mx/pages/imagenes/s_E-1015.gif
http://www.crbiolab.com/Globe%20Scientific%20137030.jpg
http://www.inprot.com.ar/portaobjetos.jpg
http://www.ctr.com.mx/img_prod/1000.jpg
http://graph.exportpages.com/ppic/P81773F12617.jpg
http://comercialdeacuicultura.com/data/productos/3376m.jpg

cuestionario sobre el pie de rey: II unidad

Cuestionario: 1 Segunda unidad.

1.- Es un instrumento para medir dimensiones de objetos relativamente pequeños, Se atribuye al cosmógrafo y matemático portugués que se llama: Pedro Núñez
2.- En qué año se le atribuye el pie de rey al cosmógrafo y matemático portugués.1534

3.- También se ha llamado pie de rey al: vernier
4.- En que año se le atribuye el pie de rey al geómetra pedro Vernier. 1631

5.- ¿Qué otro nombre recibe el origen del pie de rey? Calibre, pie de metro, pie a coliza


R: Nombre: pie de rey o vernier ___________________________________________________
En los recuadros siguientes ponga el número y nombre correspondiente de la figura de medición

1
Mordazas para medidas externas
2
Mordazas para medidas internas.
3
Coliza para medida de profundidades
4
Escala con divisiones en centímetros y milímetros.
5
Escala con divisiones en pulgadas y fracciones de pulgada.
6
Nonio para la lectura de las fracciones de milímetros en que esté dividido
7
Nonio para la lectura de las fracciones de pulgada en que esté dividido
8
Botón de deslizamiento y freno

practica desarrollada numero 3: pipeteo

PIPETEO practica numero 3

OPERAR EQUIPO Y MATERIALES DE LABORATORIO

CENTRO DE BACHILLERATO TECNOLOGICO INDUSTRIAL Y DE SERVICIOS NO. 155

INTEGRANTES MESA #6
ACOSTA FLORES IVAN ULISES
AGUILA CABRERA OSCAR URIEL
CASTILLO VILLARREAL CESAR MANUEL
GARCIA SEGURA ERIK GUADALUPE
PONCE SANCHEZ ERIKA
MARTINEZ MIRANDA ROBERTO
YEPIZ QUEZADA ARTURO ADRIAN

Practica numero 3 (PIPETEO)

OPERAR EQUIPO Y MATERIALES DE LABORATORIO
2L2M
PROFESOR: VICTOR MANUEL ALFARO


INTRODUCCION
En este próximo procedimiento, intentamos o mejor dicho practicamos en el laboratorio usando las pipetas que eran, graduadas y volumétricas.
En esta práctica conocerán el procedimiento que utilizamos para llevar a cabo el pipeteo, ya que este es muy importante si queremos hacer algún estudio con relación al paciente.
Se usaron aproximadamente 6 pipetas de diferente graduación y capacidad esto con la finalidad de medir en volúmenes llevando a cabo una serie de técnicas para poder pipetear correctamente.
Conocerán más del procedimiento en el desvanecimiento de la práctica ya realizada.

OBJETIVO
El objetivo fundamental de esta práctica es el de conocer el uso y manejo de las pipetas en el laboratorio de análisis clínicos.
Dentro del objetivo que era aprender a manejar bien las pipetas, también era tener la responsabilidad de equipo para así poder trabajar mejor.
Al realizar apuntes y utilizar los materiales del laboratorio (pipetas), podemos decir que el objetivo de esta práctica era “jugar” con los materiales, al hacerlo tendríamos más confianza en utilizar la pipeta en una práctica y que no nos tiemble la mano, aparte era conocer el material y sus funciones.
El alumno deberá utilizar su destreza al realizar prácticas como la de pipeteo y desenvolverse de la mejor manera posible como equipo e individual.
Conocer los distintos análisis que se hacen mediante la pipeta y otros materiales de laboratorio, como la placa de vidrio para inmunología.




MATERIALES DE LA PRÁCTICA.
PIPETEO (USO Y MANEJO DE LAS PIPETAS DE DIFERENTE GRADUACION Y MEDIDA)
MATERIALES
Vaso de precipitado de 70 x 50
Probeta graduada de 100 ml
2 pipetas con diferente graduación de 5 y 10 ml
2 pipetas Pasteur con embolo de goma
Placa de vidrio para pruebas de inmunología
Pipeta automática
Caja petri
Vaso de precipitado de 50 ml
Pipeta graduada en 1 ml
Cubeta para rotor de monarca
5 tubos de ensaye
Gradilla de plástico



PROCEDIMIENTO DE LA PRÁCTICA
El paso numero uno fue el de verter 1 ml de agua en cada tubo de ensaye y compararlo con las capacidades de las diferentes pipetas ya que en el equipo de trabajo (materiales) contábamos con distintas pipetas de diferente graduación.
El paso número dos, fue el de verter 19 mililitros en la caja petri y después pipetear un micro litro en la caja petri con la pipeta Pasteur, es decir una gota de agua.
El paso número tres, fue que en la placa de vidrio para inmunología vertimos una gota de agua con la pipeta Pasteur es decir 6 micro litros de agua, por ser los orificios que tiene la placa de vidrio.
En el paso numero 4 introducimos una cantidad de 20 micro litros en la cubeta para rotor de monarca con la pipeta automática, también en un vidrio de reloj se vertieron 20 micro litros de agua.
Anexo
Estando trabajando en laboratorio con los materiales ocurrió un accidente con la probeta graduada de 100 ml, ya que se ladeo y se rompió.


CONCLUSION:
Podemos decir que la conclusión de esta practica es que al utilizar las pipetas nos dimos cuenta de que existen muchos métodos para emplearlos y que las distintas técnicas que se aplicaron fueron las correctas.
Este trabajo nos ayudo a comprender y a utilizar los materiales de laboratorio que fueron principalmente pipetas que fueron graduadas y volumétricas.
Gracias a esta práctica ya tenemos un mayor conocimiento en el laboratorio y con la poca experiencia, pero lo importante aquí fue que pudimos utilizar con mayor eficacia los materiales.
La practica ayudo a utilizar bien el material que esta en laboratorio y saberlos utilizar correctamente, primero empezamos con pipetas pero con el tiempo serán más instrumentos que usaremos esto para aprender más.

practica desarrollada numero 1: microscopio, con camara de neubauer

C.B.T.I.S 155

Practica- Cámara de neubauer practica numero 1

Acosta flores Iván Ulises
Águila cabrera Óscar Uriel
Castillo Villarreal cesar Manuel
Gracia segura Erik Guadalupe
Martínez Miranda Roberto
Ronce Sánchez Erika
Yepiz Quezada Arturo Adrián.


2L2M

Mesa 6

Tijuana Baja California 1 abril del 2009


Cámara de Neubauer.





















Introducción

Bueno en este tema conoceremos acerca de la cámara de neubauer. Cuales son sus funciones, para que sirve y como se utiliza. Y en donde se contaran los eritrocitos.



Objetivo

El objetivo de esta práctica es aprender a enfocar la grilla de la cámara de naubauer y saber contar los glóbulos rojos y blancos que encontramos en las muestras de sangre de algún paciente y no equivocarnos en el conteo de los glóbulos.

Desarrollo


Enfoque de cámara de neubauer.

Materiales
· Microscopio
· Cámara de neubauer
· Cubre objetos
· Pipeta de Thomas

Procedimiento
Se coloco la cámara de neubauer en la platina y se esta enfocando con el objetivo 10x utilizando el micrómetro y micrómetro y con esto se alcanzo el enfoque correcto.
Esto fue lo que se vio atreves del microscopio.












Conclusión.

Nuestra conclusión es que debemos practicar un poco más en el enfoque del microscopio por que varios de nosotros batallamos en el enfoque.

Practica numero: 1 microscopio

borrador de la practica numero : 1 utilizando la camara de neubauer.
30 marzo 2009
MATERIALES:
microscopio
camara de neubauer
cubre objetos
pipetas de thomas
manguera con boquilla

PROCEDIMIENTO:

se coloco la camara de neubauer en la platina y se esta enfocando con el objetivo numero 10 x y se alcanzo el enfoque correcto utilizando el micrometrico y el macrometrico.

camara de neubauer II unidad

Sangre

Recuento de eritrocitos

Recuento de eritrocitos: ejemplo

Observe que en la grilla de la cámara de Neubauer las áreas de recuento de eritrocitos y linfocitos son diferentes. Los glóbulos rojos se cuentan en las áreas coloreadas de rojo, mientras que los glóbulos blancos se cuentan en las áreas coloreadas de azul. Ten en cuenta que la grilla central tiene 25 cuadrados de 1mm x 1mm de área y 0.10 mm de profundidad. El factor de dilución es por tanto de 1:200. Convierte el número de glóbulos rojos contados en 5 cuadrados a nº glóbulos rojos/µl. (1 µl (microlitro) = 1 mm3

Como se hace?

La imagen de abajo simula el campo que esta viendo al microscopio con un objetivo de 45x. Solo es visible el centro de la grilla. Intenta verificar esto al ir moviendo el campo de derecha-izquierda y de arriba-abajo, como si de una pletina de microscopio se tratase. Cuenta los glóbulos rojos en los cinco cuadrados mencionados anteriormente y determina el recuento de eritrocitos como se ha descrito anteriormente..

Muy importante: Cuando un eritrocito se sitúa en mitad de las líneas superior y/o de la izquierda, entonces es contabilizado. Pero no se contabiliza cuando se sitúa en mitad de las líneas inferior y/o de la derecha..

El rango normal de recuento de glóbulos rojos es el siguiente:

mujeres:
3.9-5.6 millones/µl
Hombres:
4.5-6.5 millones/µl
Determine el recuento del sujeto cuya muestra aparece en la imagen.
Cual es la solución?

TÉCNICAS DE CONTAJE CELULAR
Una suspensión celular se caracteriza por presentar un número de partículas microscópicas dispersas en un fluido. Habitualmente será necesario determinar tanto la densidad de las células en la suspensión como el porcentaje de éstas que son viables.
Para determinar la densidad de las células se emplean diferentes técnicas, desde la relativamente simple cámara de contaje celular de la que existen numerosas variantes, entre ellas la que empleamos (cámara de Neubauer), hasta equipos automáticos de contaje celular como el "Cell Coulter" de la empresa Beckman-Coulter.
El principio del contador celular se basa en la medida de los cambios en la resistencia eléctrica que se producen cuando una partícula no conductora en suspensión en un electrolito atraviesa un pequeño orificio. Como se puede ver en el esquema, una pequeña abertura entre los electrodos es la zona sensible a través de la que pasan las partículas que se encuentran en suspensión. Cuando una partícula atraviesa el orificio desplaza su propio volumen de electrolito. El volumen desplazado es medido como un pulso de voltaje. La altura de cada pulso es proporcional al volumen de la partícula. controlando la cantidad de la suspensión que circula a través del orificio es posible contar y medir el tamaño de las partículas. Es posible contar y medir varios miles de partículas por segundo, independientemente de su forma, color y densidad.
En la unidad de Citometría de flujo y Microscopia Confocal de los Servicios Científico-Técnicos de la Universidad de Barcelona se dispone de contadores celulares.
Sin embargo, es posible determinar la densidad celular empleando métodos más sencillos. Nos basta con una cámara de contaje celular, por ej. la cámara de Neubauer, y un microscopio. Una cámara de contaje celular es un dispositivo en el que se coloca una muestra de la suspensión a medir. El dispositivo presenta unas señales que determinan un volumen conocido (x microlitros). Al contar bajo el microscopio el número de partículas presentes en ese volumen se puede determinar la densidad de partículas en la suspensión de origen.
La cámara de Neubauer es una cámara de contaje adaptada al microscopio de campo claro o al de contraste de fases. Se trata de un portaobjetos con una depresión en el centro, en el fondo de la cual se ha marcado con la ayuda de un diamante una cuadrícula como la que se ve en la imagen. Es un cuadrado de 3 x 3 mm, con una separación entre dos lineas consecutivas de 0.25 mm. Así pues el área sombreada y marcada L corresponde a 1 milimetro cuadrado. La depresión central del cubreobjetos está hundida 0.1 mm respecto a la superficie, de forma que cuando se cubre con un cubreobjetos éste dista de la superficie marcada 0.1 milímetro, y el volumen comprendido entre la superficie L y el cubreobjetos es de 0.1 milímetro cúbico, es decir 0.1 microlitro.

La cámara de Neubauer es una cámara de contaje adaptada al microscopio de campo claro o al de contraste de fases. Se trata de un portaobjetos con una depresión en el centro, en el fondo de la cual se ha marcado con la ayuda de un diamante una cuadrícula como la que se ve en la imagen. Es un cuadrado de 3 x 3 mm, con una separación entre dos lineas consecutivas de 0.25 mm. Así pues el área sombreada y marcada L corresponde a 1 milimetro cuadrado. La depresión central del cubreobjetos está hundida 0.1 mm respecto a la superficie, de forma que cuando se cubre con un cubreobjetos éste dista de la superficie marcada 0.1 milímetro, y el volumen comprendido entre la superficie L y el cubreobjetos es de 0.1 milímetro cúbico, es decir 0.1 microlitro.
Si contamos las cuatro áreas sombreada (L) observando un total de x células entre las cuatro áreas, la concentración en la suspensión celular será :
concentración en la suspensión (células / mL) = 10000 (x/4

En la imagen puedes observar el aspecto de una de las regiones marcadas como L y que en el microscopio se ven como una cuadrícula de 16 pequeños cuadrados de 0.25 milímetros de lado. Esta imagen ha sido tomada empleando un microscopio invertido de contraste de fases.

Existen numerosos modelos de cámaras de contaje celular adaptadas a su uso en microscopía. En la imagen puedes observar una cámara de Neubauer doble, como las que usas en el laboratorio de prácticas.

Para determinar la viabilidad celular se emplean diferentes métodos. El más común es el de tinción con azul tripán. El azul tripán es un coloide que se introduce en el interior de las células que presentan roturas en la membrana. Así pues las células que aparecen en la imagen, claramente de color azul, son consideradas no viables. Asimilar células blancas, por exclusión, a células viables es un error pues por este método se sobrevalora la viabilidad de las células en la suspensión, determinando como inviables sólo aquellas con la membrana rota. Existen otros métodos de determinación de la viabilidad celular como el más preciso de la tinción con ioduro de propidio
En la red dispones de descripciones detalladas sobre como utilizar un hemocitómetro, como la propuesta por P.J. Hansen, o la detallada descripción que aporta Beckton-Dickinson, y los problemas de cálculo de parámetros celulares que plantea empleando datos obtenidos a partir de un hemocitómetro, y otros protocolos para el contaje de células (en protocol-online)

Se aseptiza el dedo con alcohol y luego se seca al aire o con algodón. Se coge entre el pulgar y el índice y se hace una punción rápida y penetrante a través de la piel de la punta del dedo con una lanceta estéril.

2. Se deshecha la primera gota de sangre y se aspira la siguiente con la pipeta de dilución perfectamente limpia y seca hasta la señal 1 o 0.5 (también puede utilizarse la pipeta de hemoglobina, de 20 microlitros). Hay que evitar la entrada de burbujas de aire, pudiendo ayudarnos de un papel de filtro para conseguir el enrasado.

3. A continuación se toma con la pipeta líquido de Hayem, isotónico con la sangre, hasta la señal 1; así, la sangre queda diluida al 1/10, si tomamos sangre hasta la señal 1, o al 1/20 si tomamos hasta 0.5. Esto es así porque el volumen de la bola de la pipeta es 100 veces superior al del capilar de la misma. (Si hemos utilizado la pipeta de hemoglobina podemos diluir su contenido en 2 o 4 ml de líquido de Hayem para obtener diluciones 1/100 o 1/200).

4. Tomamos la pipeta (o el tubo de ensayo) entre los dedos índice y pulgar y agitamos. A través de la goma de conexión con la pipeta, soplamos para despreciar las primeras gotas por corresponder al líquido que estaba en el capilar.






5. Se adapta un cubreobjetos sobre una cámara cuentaglóbulos limpia y seca y se coloca una gota en uno de los lados del cubre; esta gota penetra por capilaridad y rellena el retículo de la misma.

6. Una vez preparada la cámara se coloca sobre la platina del microscopio dejándose unos minutos en reposo para que sedimenten los glóbulos. Disponemos el condensador bajo y luz débil; enfocamos primero con el objetivo débil seco y luego se cambia al fuerte seco para proceder al recuento, que se lleva a cabo en los cuadrados pequeños del retículo marcado en color rojo. Finalizado el recuento se procede a la limpieza de la pipeta con acético 1:3, agua destilada y alcohol-éter sucesivamente.

7.El volumen de sangre en el cual se han contado las células resulta de multiplicar la profundidad de la cámara por el factor de dilución, la superficie de los cuadrados y el número de cuadrados contados.
Con cámara de NEUBAUER: Superficie de 1 cuadrado grande (1/20 mm de lado):
Volumen de un cuadrado grande (1/10 mm de profundidad):

Si contamos "a" glóbulos rojos en "n" cuadrados pequeños, el número de glóbulos por cuadrado será a/n.
Si en un volumen 1/4000 mm3 hay a/n glóbulos rojos, en 1 mm3 habrá X. Luego:
siendo X el número de glóbulos rojos existentes por cada mm3 de sangre diluida.
Si la sangre se diluyó a 1/100 o 1/200, habrá que multiplicar el valor X por 100 o 200 respectivamente, con lo cual obtendremos un nuevo valor, Y, que representa el número de glóbulos rojos existentes por cada mm3 de sangre (sin diluir).

Se utilizan para calcular, mediante el uso del microscopio, el número de partículas (leucocitos, hematíes, bacterias…) por unidad de voluimen de un líquido.
La cámara está constituida por una placa base de vidrio especial pareciso a un porta, su parte central se encuentra separada de los extremos por unas ranuras. en ella se encuentran las cuadrículas de recuento.
La fórmula de contaje es: partículas/mm3= partículas contadas.
Clases de cámaras:
- Neubauer improved: Es el más utilizado (9 cuadros grandes, cada 1 de 1 mm2.)
- Neubauer: La diferencia es el cuadro grande central.
- Thoma: Se utiliza solo para el recuento de eritrocitos.
- Fuchs-Rosenthal: Se utiliza habitualmente para recuento de células en líquidos orgánicos (LCR, Líquido sinovial…)

actividad , investigacion de pruebas serologicas, II unidad

PRUEBAS DE DIAGNOSTICO SEROLOGICAS

Definición de Serología:
Es un examen del líquido seroso de la sangre (suero, el líquido transparente que se separa cuando la sangre se coagula) que se utiliza para detectar la presencia de anticuerpos contra un microorganismo.
En otras palabras, la serología se refiere al estudio del contenido de anticuerpos en el suero. Ciertos microorganismos estimulan al cuerpo para producir estos anticuerpos durante una infección activa. En el laboratorio, los anticuerpos reaccionan con los antígenos de formas específicas, de tal manera que se pueden utilizar para confirmar la identidad del microorganismo en particular.
Existen varias técnicasn serologicas que se utilizan dependiendo de los anticuerpos de los cuales se sospecha entre las que se pueden mencionar aglutinación, precipitación, fijación del complemento, anticuerpos fluorescentes y otras.
Los laboratorios de inmunología y serología se concentran en lo siguiente:
· Identificar anticuerpos (proteínas hechas por una clase de glóbulo blanco como respuesta a un antígeno, una proteína extraña en el cuerpo).
· Investigar los problemas del sistema inmunológico, como las enfermedades autoinmunológicas (cuando el sistema inmunológico del cuerpo ataca a sus propios tejidos) y los trastornos de inmunodeficiencia (cuando el sistema inmunológico del cuerpo no está lo suficientemente activo).
· Determinar la compatibilidad de la sangre para transfusiones.
Forma en que se realiza el examen
La sangre se extrae de una vena (punción venosa), usualmente de la parte anterior del codo o del dorso de la mano. El sitio de punción se limpia con un antiséptico y luego se coloca un torniquete (una banda elástica) o un brazalete (utilizado para medir la presión sanguínea) alrededor del antebrazo con el fin de ejercer presión y restringir el flujo sanguíneo a través de la vena.
Esto hace que las venas bajo el torniquete se dilaten (se llenen de sangre). Inmediatamente después, se introduce una aguja en la vena y se recoge la sangre en un frasco hermético o en una jeringa. Durante el procedimiento, se retira el torniquete para restablecer la circulación y una vez que se haya recogido la sangre, se retira la aguja y se presiona moderadamente sobre el sitio de punción para detener cualquier sangrado.


MÉTODO DE PRUEBA RÁPIDA EN PLACA.
Ejemplo de técnicaa) Al paciente se le realiza una venopunción, extrayendo la sangre en un tubo sin anticoagulante (Tapón rojo), y es centrifugada por 10 minutos a 3000 revoluciones por minuto. Se separa el suero el cual se utiliza para la determinación de los anticuerpos (puede extraerse con pipetas semiautomáticas).
Marcar en una placa de vidrio correctamente indicando el antígeno que se esté usando:(En este caso serian los antígenos):Tífico “O” - Salmonella typhi; Antígeno somático, pH: 6.5 ± 1.0Tífico “H” - Salmonella typhi; Antígeno flagelar, pH: 6.5 ± 1.0
NOTA: El reactivo así como los sueros, deben alcanzar la temperatura ambiente para comenzar la prueba.

PROCEDIMIENTO:
1. Depositar en sitios diferentes de la placa las siguientes cantidades del suero a analizar: 0.08mL, 0.04mL, 0.02mL, 0.01mL y 0.005 ml (EL SUERO DEBE ESTAR TOTALMENTE CLARO).
2. Agitar el antígeno a utilizar para tener una suspensión uniforme.
3. Añadir 30 ml de la suspensión de antígeno a cada una de las diferentes cantidades de suero. Se recomienda utilizar pipetas automáticas (el gotero incluido proporciona una gota de 30-40 ml).
4. Mezclar el antígeno y el suero utilizando un aplicador diferente para cada una de las cantidades de suero.
5. Girar la placa manualmente o utilizando un agitador mecánico (120 rpm) durante 2 minutos.
6. Realizar la lectura utilizando una fuente de luz directa y observar la aglutinación macroscópica.
7. Se recomienda incluir controles Positivo y Negativo.

INTERPRETACIÓN DE LOS RESULTADOS: El grado de aglutinación se registra como sigue:
4+ Aglutinación del 100% de los organismos3+ Aglutinación del 75% de los organismos2+ Aglutinación del 50% de los organismos1+ Aglutinación del 25% de los organismos- Aglutinación del 0% de los organismos
Reacciones febriles: Antígenos Febriles es un término referido a un grupo de suspensiones bacterianas, representativo de un número de bacterias patógenas para la especie humana y responsables de la aparición de infecciones (brucelosis, salmonelosis y ciertas rickettsiosis) que cursan con un cuadro febril en el huésped infectado. La mejor forma para establecer la etiología de una enfermedad infecciosa es el aislamiento e identificación del agente causal de la misma. Sin embargo, estos medios de diagnóstico no son siempre de fácil aplicación y es ahí donde radica la importancia del uso de las suspensiones bacterianas en la detección de los anticuerpos presentes en el suero del paciente (método indirecto de diagnóstico). En el diagnóstico clínico, los resultados obtenidos con el uso de los Antígenos Febriles deben ser considerados siempre en relación a los hallazgos clínicos y otras pruebas de laboratorio.1
VDRL:

En la prueba de VDRL, el suero del paciente es inactivado a 56 grados Celsius por 30 minutos, si se usa liquido cefalorraquídeo (LCR) solo se debe centrifugar luego la mezcla con un antígeno, que es una solución buffer salina de cardiolipina y lecitina adosadas a partículas de colesterol. Esta prueba se realiza en lámina y puede ser observada al microscopio como un precipitado de partículas finas (floculación), o puede realizarse en un tubo de ensaye y ser leída macroscópicamente.

Los resultados en lamina son comunicados como no reactivos (no hay floculación), débilmente reactivos (ligera floculación) y reactivos floculación definitiva.

Todos los sueros reactivos se diluyen seriada mente a cada dilución se le realiza la prueba de VDRL y se registra el titulo máximo obtenido, rara vez se tiene a un paciente con un titulo elevado en las disoluciones y VDRL no reactivo en la muestra sin diluir (fenómeno de prozona), si ocurriera es mas frecuente en sífilis secundaria.

Un nombre alternativo seria: batería de pruebas del laboratorio de investigación de enfermedades venéreas, prueba para detección de sífilis.

PRUEBA DE EMBARAZO:
Es una prueba que mide una hormona llamada gonadotopia crónica humana (GCH) producida durante el embarazo. Esta hormona aparece en la sangre y en la orina de las mujeres embarazadas hasta 10 días después de la concepción. (Fecundación)

OBJETIVOS: determinar si la persona esta embarazada, calcula la edad del feto, diagnosticas condiciones anormales que pueden elevar los niveles de GCH

VALORES NORMALES: los niveles de GCH aumentan en forma rápida durante el primer trimestre del embarazo y luego disminuye ligeramente.

SIGNIFICADO DE LOS VALORES NORMALES: los niveles de GCH deben elevarse cada 48 horas, al comienzo del embarazo y cuando dichos niveles no se eleven apropiadamente, esto puede ser inicio de un problema en el embarazo. Algunos problemas asociados con un nivel de GCH, anormalmente elevado abarcan aborto espontáneo y embarazo ectópico (tubarico)

Los niveles extremadamente de GCH pueden sugerir la presencia de un embarazo molar o demás de un feto, ejemplo gemelos. Estas pruebas se realizan con la placa de inmunologia.