operar equipo y materiales del laboratorio

jueves, 25 de junio de 2009

practica 1 medio de cultivo

CENTRO DE BACHILLERATO TECNOLOGICO INDUSTRIAL Y DE SERVICIOS NO. 155.

EQUIPO MESA 6/ INTEGRANTES:
Acosta Flores Iván Ulises
Águila Cabrera Óscar Uriel
Castillo Villarreal Cesar Manuel
García Segura Erik Guadalupe
Martínez Miranda Roberto
Ponce Sánchez Erika
Yepiz Quezada Arturo Adrian

OPERAR EQUIPO Y MATERILAES DE LABORATORIO CLINICO.

PROFE: Víctor Manuel Alfaro López

GRUPO: 2L2M

PRACTICA NUMERO 1: MEDIO DE CULTIVO
Tijuana B.C a 8 de junio de 2009.

Objetivo

El objetivo de esta practica es a aprender como saber cuanto producto del medio de cultivo se vaciará a las cajas petri, además como poder utilizar los materiales de laboratorio adecuadamente y no hacer equivocaciones en las futuras practicas.

materiales

- 2 mecheros de bunsen
- Medio de cultivo (polvo salmonella y shigella)
- Balanza Granataria
- Matraz Erlenmeyer 200ml
- Vaso de precitado
- Probeta graduada 100 ml
- Vidrio de reloj
- Torundas de algodón
- Papel secante
- Papel blanco
- Agua destilada
- Autoclave

desarrollo:

Se utilizo la regla de tres para saber la cantidad de gramos que vamos a necesitar.
Después se peso en el vidrio de reloj y se deposito directamente al matraz erlenmeyer de 250ml.

Séle depositaron 75 ml de agua destilada al matraz para 3 cajas petri con 25 ml cada una.

con la varilla de cristal sele dieron vueltas en forma de direccion de las manillas del reloj hasta que ya no quedaran grumos.

Se dejo reposar de acuerdo ala instrucciones del medio de cultivo, después se utilizaron guantes especiales y se paso por encima de la llama a fuego de muñeca hasta que este tuviera una ebullición.

Una vez teniendo la ebullición se dejaba reposar durante 1 minuto, se etiquetaba, se tapaba con torundas de algodón y se pasaba a la autoclave.

Técnica de esterilización:
Utilizamos la técnica de esterilización colocando el medio de cultivo en el matraz erlenmeyer en forma liquida en el autoclave, el medio de cultivo tenia un color rojo.

Durante 20 minutos el autoclave estuvo a 15 libras de presión, un compañero estuvo calibrando el autoclave para que este no pasara de las 15 libras de presión.
Una vez que quedo esterilizado el medio de cultivo en forma liquida, se retiro de la autoclave y se paso ala mesa, esta ya teniendo un campo de esterilización con 2 mecheros encendidos y un papel blanco.

Se realizo el vaciado en cajas petri poniendo en cada una 25 ml de medio de cultivo en forma liquida, una ves vaciado el contenido en las 3 cajas petri se dejo reposar manteniendo los mecheros encendidos y colocando las cajas petri sobre tapadas para que estas se hicieran en forma sólida, se etiquetaban y se ponían en el refrigerador.

MESA DE TRABAJO

MEDIO DE CULTIVO UTILIZADO: salmonella y shigella

practica 8 aglutinacion en plasma

PRACTICA NUMERO 8
AGLUTINACION EN PLASMA SANGUINEO

OBJETIVO
El objetivo aquí es conocer las formas de cómo detectar la presencia de microorganismos en nuestro cuerpo, esta es una de las formas más comunes y más sofisticada, ya que utilizando los reactivos se pude detectar la presencia de ciertas bacterias y microorganismos.
También sería el conocer los reactivos que existen es decir el H el O y los demás que hay en laboratorio clínico

PRÁCTICA NUMERO 8:
AGLUTINACION EN PLASMA SANGUINEO

MATERIALES
Tubo con tapón rojo
Tubo con tapón morado con anticoagulante
Gradilla
Jeringa de 5 ml
Pipeta Pasteur
Torundas de algodón con alcohol
Torniquete
Placa de cristal para pruebas serológicas
5ml de sangre
Tubo de ensaye
Palillos de madera
Paciente

Desarrollo
Primero se puso el torniquete al paciente y después se paso a realizarle la venopuncion y se le extrajeron 5 ml de sangre y se separaron en dos tubos de ensaye uno con tapón rojo y otro con tapón morado en el morado se colocaron 2ml y en el rojo el resto se centrifugo el tubo con tapón rojo para separar el paquete sanguíneo del plasma esto se realizo en la centrifuga a 1500 revoluciones por minuto durante 5 minutos, ya centrifugado se separo el plasma y se colocaron gotas de plasma en la placa de cristal y posteriormente se colocaron los reactivos H, O, A; brúcela A, y proteos, se espero a que aglutinara pero para ello se mesclo con los palillos de madera, aglutino con los reactivos H y B, se monto al microscopio y se observaron pequeños organismos.

CONCLUSION
Lo que podríamos decir es que gracias a los reactivos que utilizamos sirven para detectar la presencia de bacterias en la sangre
Esto es de gran ayuda porque en una práctica de verdad o en un análisis verdadero esto sería de utilidad porque así podríamos salvar a las personas de una muerte segura.

miércoles, 17 de junio de 2009

practica 9 aglutinacion en sangre

INTROCUCCION
EN ESTA PRACTICA APRENDEREMOS A REALIZAR UNA VENOPUNCION, Y A IDENTIFICAR EL TIPO SANGINEO DEL INDIVIDUO AL QUE LE REALIZAREMOS LA VENOPUNCION YA MENCIONADA.

OBJETIVO
ESTA PRACTICA TIENE COMO OBJETIVO QUE NOSOTROS LOS ALUMNOS APRENDAMOS A COMO REALIZAR UNA VENOPUNCION Y A REALIZAR UNA PRUBA DE TEJIDO SANGINEO (HB) PARA PODER CONOCER, OBSERVAR, IDENTIFICAR Y FINALMENTE APLICAR LA PRIBA DE AGLUTINACION EN SANGRE QUE DA COMO RESULTADO EL TIPO SANGINEO DEL INDIVIDUO.

MATERIALES:
· SANGRE FRESCA 5 ML
· TUBO DE TAPON MORADO CON ANTICOAGULANTE
· PALILLOS DE MADERA
· PLACA DE PORCELANA ESCABADA PARA TIPO SANGINEO
· ALGODÓN CON ALCOHOL
· TORUNDAS DE ALGODÓN SECAS
· MASQUEN TAPE
· TIPYFICADORES PARA TIPO SANGINEO (REACTIVO) ANTIA,ANTIB Y ANTID
· PAPEL SECANTE
· PAPEL PARA CUBRIR MESA
· MESA LABORATORIO
· PIPETA PASTEUR Y BULBO
· MICROSCOPIO
· GRADILLA

PROCEDIMIENTO
UN INTEGRANTE DEL EQUIPO LE SACO LOS 5 MIL DE SANGRE A OTRO INTEGRANTE DEL EQUIPO, YA OBTENIDA LA SANGRE DEPOSITAMOS 3ML DE SANGRE EN EL TUBO DE TAPON ROJO Y EL RESTO DE LA SANGRE (2ML) EN EL TUBO DE TAPON MORADO.
DIMOS LIGEROS MOVIMIENTOS AL TUBO DE TAPON ROJO PARA QUE SE MEZCLARA CON EL ANTICOAGULANTE.

DESPUES PUNTEAMOS CON LA PIPETA PASTEUR 3 GOTAS DE SANGRE EN LA PLACA EXCAVADA Y LES PUSIMOS REACTIVOS ANTI (A,B,D,) A CADA JOTA Y LAS MOVIMOS DE IZQUIERDA A DERECHA Y DE ARRIBA HACIA ABAJO CON LOS PALILLOS DE MADERA.

SE AGLUTINO EN EL ANTI (D) Y SE VIERON MUCHOS PUNTITOS.

PACIENTE: AGUILA CABRERA OSCAR URIEL

TIPO DE SANGRE: O (POSITIVO)

CONCLUCION
TENEMOS QUE PRACTICAR MAS LA VENOPUNCION YA QUE COMO FUE LA PRIMERA VEZ EL INTEGRANTE DEL EQUIPO ENCARGADO DE SACAR LA SANGRE ESTABA MUY NERVIO.
TAMBIEN DEBEMOS DE APRENDER A PASAR BIEN EL PLASMA A OTRO TUBO DE ENSAYE, YA QUE TUVIMOS PROBLEMAS CON ESE PASO.

practica 3 siembra en cajas petri

INTRODUCCION
EN ESTE TEMA DE SIEMBRA CONOCEREMOS LOS DIFERENTES TIPOS DE SIEMBRA QUE PODEMOS HACER EN UN MEDIO DE CULTIVO.

OBJETIVO
ESTA PRÁCTICA TIENE COMO OBJETIVO QUE NOSOTROS LOS ALUMNOS APRENDAMOS COMO HACER UNA SIEMBRA EN UN MEDIO DE CULTIVO HAY VARIOS TIPOS DE SIEMBRA DE LOS CUALES PODEMOS ESCOGER PARA HACER NUESTRA SIEMBRA LOS CUALES SON:
KASS, AGOTAMIENTO, TAPIZ, SEPARAMIENTO, DISPERCION, SIEMBRA DE PROFUNDIDAD, MUSTREO.

DESARROLLO
MATERIALES:
· ASA DE PLATINO
· VASO DE PRECIPITADO CON AGUA DESTILADA 15 A 20ML
· MECHERO DE BUNCEN
· CAJAS PETRI CON MEDIO DE CULTIVO ELABORADO
· PAPEL PARA CUBRIR MESA DE LABORATORIO
· MASQUEN TAPE PARA ETIQUETAR CAJA PETRI
· JERINGA DESECHABLE
· TORNIQUETE
· TORUNDAS DE ALGODÓN ALCOLIZADAS
· TUBO DE ENSAYE (TAPON ROJO)
· CENTRIFUGA
· TUBO CONICO PARA ORINA
· CUBRE Y PORTA OBJETO
· HISOPO
MUESTRAS DE PRODUCTO DE DESECHO:
· TOMA DE MUESTRA 2.5ML SANGRE FRESCA (SE DEPOSITA EN TUBO CON TAPON ROJO)
· ORINA
· MUESTRA DE CABIDAD ORAL
· AGUA PREPARADA EN LA CALLE (SABOR)
· RASPADO INTERDIGITAL CON PORTAOBJETO

PROCEDIMIENTO

CADA INTEGRANTE DEL EQUIPO AGARRO UNA CAJA PETRI DIFERENTE DE LAS 7 QUE TENIAMOS EN LA MESA DE LABORATORIO, Y EL PROFESOR DIO DIFERENTES INDICACIONES A CADA INTEGRANTE PARA HACER LA SIEMBRA SEGÚN LA MUESTRA QUE SE IVA A SEMBRAR.
LA MUESTRA DE SANGRE PRIMERO LA EXTRAIMOS DE UNO DE LOS INTEGRANTES DEL EQUIPO, AL IGUAL QUE LA MUESTRA INTERDIGITAL, CABIDAD ORAL Y LA ORINA. LA SANGRE LA DEPOSITAMOS EN EL TUBO DE ENSAYE CON TAPON ROJO Y DESPUES PUSIMOS EL TUBO EN LA CENTRIFUGA A 1500 REVOLUCIONES DURANTE 5 MIN. YA PASADOS LOS 5 MIN. PASAMOS A RETIRAR NUESTRO TUBO DE ENSAYE Y EXTRAIMOS EL PLASMA PARA HACER UNA SIEMBRA CON EL, UN INTEGRANTE DEL EQUIPO EXTRAJO LA MUESTRA DE CABIDAD ORAL AL IGUAL QUE LA MUESTRA DE INTERDIGITAL, Y OCUPAMOS LA 1RA ORINA DEL DIA DE UN INTEGRANTE DEL EQUIPO Y TAMBIEN LA DEPOSITAMOS EN LA CENTRIFUGA A 1500 REVOLUCIONES DURANTE 5 MIN.
PARA EMPEZAR A HACER NUESTRAS SIEMBRAS PRIMERO ESTERILIZAMOS UN ASA BACTEREOLOGICA, LA PASAMOS POR LA FLAMA DE LOS MECHEROS HASTA LOGRAR UN ROJO VIVO EN EL ASA, DESPUES PASAMOS EL ASA POR EL VASO DE PRECIPITADO QUE CONTENIA AGUA DESTILADA Y POR ULTIMO AGARRAMOS CADA QUIEN LA MUESTRA QUE IVA A SEMBRAR, LA MUESTRA DE CABIDAD ORAL LA OBTUVIMOS CON UN HISIPO QUE PASAMOS POR LA BOCA DE UNO DE LOS INTEGRANTES DEL EQUIPO Y LO SEMBRAMOS DIRECTAMENTE DEL HISOPO A LA CAJA PETRI CORRESPONDIENTE.
Y POR ULTIMO YA SEMBRADAS LAS MUESTRAS CERRAMOS LAS CAJAS PETRI Y LAS ETIQUETAMOS CON LOS DATOS DEL PACIENTE, LA HORA, LA MESA, EL GRUPO Y QUIEN HABIA SEMBRADO LA MUESTRA. Y AL FINAL ENTREGAMOS LAS CAJAS AL PROFESOR.

CONCLUCION
APRENDIMOS A HACER DIFERENTES SIEMBRAS EN LOS MEDIOS DE CULTIVO CORRESPONDIENTE.
TAMBIEN APRENDIMOS A USAR LA CENTRIFUGA, YA QUE LA UTILIZAMOS PARA CENTRIFUGAR LA SANGRE Y LA ORINA.

PRACTICA 6 TINCION DE GRAM

Practica: 6 tinción de Gram.

MATERIALES

Mesa de trabajo
Frotis ya realizado
Soluciones de, cristal violeta, yodo lugol, acetona, safranina.
Microscopio
2 mecheros de bunsen
Aceite de inmersión
Asas bacteriológicas
Agua destilada
Vaso de precipitado de 50 ml
Cajas petri con medio de cultivo
Campo de esterilización
Papel secante
Torundas de algodón

INVESTIGACION DE TINCION DE GRAM:
El cristal violeta (colorante catiónico) penetra en todas las células bacterianas (tanto Gram. positivas como Graham negativas).
El lugol está formado por I2 (yodo) en equilibrio con KI (yoduro de potasio), el cual está presente para solubilizar el yodo. El I2 entra en las células y forma un complejo insoluble en solución acuosa con el cristal violeta.
La mezcla de alcohol-acetona que se agrega, sirve para realizar la decoloración, ya que en la misma es soluble el complejo I2/cristal violeta. Los organismos Gram positivos no se decoloran, mientras que los Gram negativos sí lo hacen.
Para poner de manifiesto las células Gram negativas se utiliza una coloración de contraste. Habitualmente es un colorante de color rojo, como la safranina o la fucsina. Después de la coloración de contraste las células Gram negativas son rojas, mientras que las Gram positivas permanecen azules.
La safranina puede o no utilizarse, no es crucial para la técnica. Sirve para hacer una tinción de contraste que pone de manifiesto las bacterias Gram negativas. Al término del protocolo, las Gram positivas se verán azul-violáceas y las Gram negativas, se verán rosas (si no se hizo la tinción de contraste) o rojas (si se usó, por ejemplo, safranina)
Esta importante coloración diferencial fue descubierta por Hans Christian Gram en 1884. En este método de tinción, la extensión bacteriana se cubre con solución de uno de los colorantes de violeta de metilo, que se deja actuar durante un lapso determinado. Se escurre luego el exceso de violeta de metilo y se añade luego una solución de yodo, que se deja durante el mismo tiempo que la anterior; después se lava el portaobjetos con alcohol hasta que éste no arrastre más colorante.
Sigue a tal tratamiento una coloración de contraste, como safranina, fucsina fenicada diluida, pardo Bismarck, pironin B o hasta inclusive verde de malaquita.
Algunos microorganismos retienen el colorante violeta, aún después de tratarlos con un decolorante, y el color no se modifica al añadir éste; otros pierden con facilidad el primer tinte, y toman el segundo.
Los que fijan el violeta, se califican de grampositivos, y los que pierden la primera coloración y retienen la segunda, de gramnegativos. Basándonos pues, en la reacción Gram, podemos clasificar a los microorganismos en uno de los dos grupos.

PASOS PARA LA TECNICA DE TINCION DE GRAM:

prepara el frotis y fijar a calor
colocar la preparación con la solución de cristal violeta sumergirla durante(1mn)
lavar con solución yodada (lugol)
cubrir el frotis durante con solución lugol durante (1mn)
escurrir y decolorar con alcohol hasta que no arrastre mas cristal violeta
lavar con agua corriente
contrastar con la solución safranina
lavar con agua corriente y secar al aire
observar con el microscopio con una gota de aceite de inmersión en objetivo (100x)

DESARROLLO:

Los materiales como las asas bacteriológicas no tienen nada que ver con la tinción de Gram., solo se volvieron a poner ala mesa por que algunos de los alumnos no pudieron completar la práctica a su tiempo y si había algún error en la tinción se tenía la oportunidad de volver hacer el frotis e intentar de nuevo la tinción.

Se llevo el portaobjetos al lavamanos, se colocaron recipientes con las soluciones de (acetona, yugol, cristal violeta, safranina), se tomo el portaobjetos y se sumergió en el recipiente donde contenía el cristal violeta durante 1mn, después se sumergió en el yodo lugol durante 1mn, se lavo con la acetona hasta que ya no escurriera mas cristal violeta, posteriormente se sumergió en la safranian durante 1mn y finalmente se lavo con agua corriente, se seco al aire libre y séle coloco una gota de inmersión para fijarlo en el microscopio con objetivo 1000x.

DESARROLLO GRAFICO

Cristal violeta durante 1mn

Yodo lugol durante 1mn

Se vacío acetona para limpiar el cristal violeta hasta que ya no escurriera más de este.

Se vacío safranina durante 1mn

Se lavo con agua corriente para limpiarlo de la safranina y se seco al aire libre.

Séle acho una pequeña gota de aceite de palo (aceite de inmersión) para su vista en el microscopio.

Se observo através del microscopio con objetivo 100x

Se observaron bacilos, de color rojo y por lo tanto los microorganismos son gramnegativos.

CONCLUSION

Las bacterias que se observaron salieron de color rojo y eso quiere decir que salieron gramnegativas y supimos como manejar la tinción de Gram. Aunque hubo muchos errores, pero para la otra saldrá mucho mejor.

practica 5 frotis

C.B.T.I.S 155

Acosta Flores Iván Ulises
Águila Cabrera Oscar Uriel
Castillo Villarreal Cesar Manuel
García Segura Erik Guadalupe
Martínez Miranda Roberto
Ponce Sánchez Erika
Yepiz Quezada Arturo Adrián

Operar equipo y materiales del laboratorio

MESA: 6

Práctica numero 5: FROTIS

2l2M

Víctor Manuel Alfaro López

OBJETIVO

Conocer esta técnica, conocer los pasos que esta debe de seguir y saber manejar adecuadamente los materiales para llevar acabo esta técnica.

Saber realizar un frotis de buena manera.

PRACTICA 5 Elaboración de un frotis.
MATERIALES:
Mesa de trabajo
Portaobjetos
Cajas petri con medio de cultivo
Asa bacteriológica
2 mecheros de bunsen
Vaso de precipitado de 50 ml
Agua destilada
Papel secante de color café
Papel para campo de esterilización ´

Investigación de un frotis.

Se denomina frotis a la extensión que se realiza sobre un portaobjetos de una muestra o cultivo con objeto de separar lo más posible los microorganismos, ya que si aparecen agrupados en la preparación es muy difícil obtener una imagen clara y nítida. Este frotis debe ser posteriormente fijado al vidrio del portaobjetos para poder aplicar los métodos habituales de tinción que permiten la observación al microscopio de las bacterias sin que la muestra sea arrastrada en los sucesivos lavados. La fijación de una extensión bacteriana hace que las bacterias queden inactivadas y adheridas al vidrio alterando lo menos posible la morfología y bacteriana y las posibles agrupaciones de células que pudiera haber.
PASOS PARA REALIZAR EL FROTIS.
Con la ayuda de un mechero, flamear un asa bacteriológica y esperar que enfríe un poco.
Tomar el asa (previamente flameada) y con ésta tomar un poco de muestra.
Una vez obtenida una pequeña cantidad de la muestra (con el asa), hacer que ésta tenga contacto con una lámina portaobjetos, la cual servirá para depositar la muestra contenida en el asa.
Con el asa (conteniendo la muestra) sobre la lámina portaobjetos, proceder a realizar la extensión de la muestra en el portaobjetos mediante movimientos giratorios (dar vueltas con el asa) sobre la lámina, de tal forma que al terminar la extensión, tengamos como producto una espiral en la parte media de la lámina.
Esperar que seque al aire libre o ayudarse con la llama de un mechero para fijar la muestra, teniendo en cuenta que el calor no debe ser directo (sólo se pasa por la llama), puesto que el calor excesivo puede cambiar la morfología celular de las bacterias a observar. El calor deseable es aquél en el que el portaobjetos sea apenas demasiado caliente para ser colocado sobre el dorso de la mano.

DESARROLLO

Se esterilizo la mesa de trabajo, posteriormente se pusieron todos los materiales en el centro de la mesa con 2 mecheros de bunsen prendidos a los lados para esterilizar el campo, se colocaron las 7 cajas petri, se utilizaron las que tenían colonias desarrolladas y con esas se trabajaron.

Se tomo el asa bacteriológica y se expuso al mechero asta estar al rojo vivo, después se tomo una pequeña gota de agua destilada y se deposito en el portaobjetos en su parte central, después se tomo una pequeña muestra del medio de cultivo con el asa bacteriológica y se plasmo en el portaobjetos y deslizándola de derecha a izquierda se hizo una delgada película.

Se paso el porta objetos por los mecheros las veces que sean necesarias para calentar lo suficiente, en pocas palabras asta lo que tu mano resista, si no lo soportas es que tus bacterias se quemaron y si los soportas el frotis esta listo.

DESARROLLO GRAFICO

Materiales en el centro de la mesa con el campo de esterilización con los 2 mecheros prendidos, esto es antes de empezar el frotis.

los compañeros de la mesa se encuentran haciendo apuntes.

FROTIS YA REALIZADO

COMPARACION DE FROTIS

CONCLUSION

Resulto más difícil de lo que pensábamos, por que era la primera vez y gracias a esto la próxima ves podremos realizar un mejor frotis ya que algunos no pudieron realizarlo en una hora y media, y que en realidad esta consta de máximo 20 minutos, pero se hizo el intento y se aprendió para cuando lo hagamos de nuevo hacerlo mejor.

PRACTICA 7: Observación macroscópica en objetivo de 100x con aceite de palo (de inmersión)

C.B.T.I.S 155

Acosta Flores Iván Ulises
Águila cabrera oscar Uriel
Castillo Villarreal cesar Manuel
García segura Erik Guadalupe
Martínez miranda Roberto
Ponce Sánchez Erika
Yepiz Quezada Arturo Adrián

OPERAR EQUIPO Y MATERIALES DEL LABORATORIO

MESA: 6

PRACTICA 7: Observación macroscópica en objetivo de 100x con aceite de palo (de inmersión)

2L2M

Víctor Manuel Alfaro López

Objetivo

En esta practica se vera acerca de la observación macroscópica en 100x con aceite de inmersión para poder identificar si los microorganismos son Gram positivos o Gram negativos. Y aprender a operar equipos de laboratorio.

Materiales
- Laminilla de cristal teñida
- Aceite de inmersión
- Hoja de papel (cebolla)
- Microscopio (compuesto o fotonico)
- Torundas de algodón secas y alcoholizadas
- Pape secante

Desarrollo

Empezando por acomodar el microscopio, limpiar el lente y poner el porta objeto teñido y listo con una gota de inmersión en el portaobjetos y después ponerlo en la platina, después ya haciendo esto se empieza a enfocar el microscopio para poder ver los microorganismos ya sean cocos o bacilos y ya haciendo esto y enfocando correctamente el resultado fue cocos Gram positivos y Gram negativos juntos.

Conclusión

Bueno debemos aprender más acerca del enfoque para poder haci hacer trabajos más buenos y poder trabajar de una forma mejor y más organizada. Y también tener que leer más y seguir instrucciones para no cometer errores y que la práctica salga bien.